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【实验目的】分析反射弧的组成部分，观察反射弧组成部分的功能及其完整性与反射活动之间的关系。

【实验原理】反射活动的结构基础是反射弧，反射弧的结构和功能的完整是实现反射活动的必要条件。反射弧的任何一部分的结构或功能受到破坏，反射活动均不出现。

【实验对象】蟾蜍或蛙。

【实验器材和药品】蛙类手术器械一套，铁支架，铁夹，BL－420生物机能实验系统，0．5%H₂SO₄及1%H₂SO₄，清水，暴露电极，培养皿。

【实验方法和步骤】

1.破坏脑和脊髓的方法

用左手持蛙，前肢夹在中指和无名指之间固定，用食指压蛙头前端，拇指抵住其骶部，使头前俯。右手持探针由头前端沿中线下划，触及凹陷处即为枕骨大孔。将探针从枕骨大孔垂直刺入，然后向前刺入颅内，左右搅动，破坏脑组织，再退回探针但不拔出，向后刺入椎管，捣毁脊髓。待蛙四肢完全松软，即表示脑和脊髓已完全破坏。

用探针捣毁蟾蜍脑组织，保留脊髓，然后将蟾蜍俯卧蛙板上，剪开右侧大腿内侧皮肤，在股二头肌和半膜肌之间找出坐骨神经，游离后在神经下穿两条丝线备用。将手术后的蟾蜍用铁夹夹住下颌，悬挂在铁支架上。

打开计算机，进入BL－420生物机能实验系统操作界面，刺激用连续单刺激，中等强度。刺激输出线一端与BL－420生物机能实验系统相接，另一端与暴露电极相连。

(1)用培养皿中的0．5%H₂SO₄浸没蟾蜍左脚趾，观察有无屈肌反射活动。出现反应后，立即用清水洗净脚趾，并用纱布轻轻擦干。

(2)在左踝关节处做一环形切口，剥去左脚趾皮肤，重复前一次操作，并观察结果。

(3)用0．5%H₂SO₄溶液浸没右脚趾端，观察有无屈肌反射发生。刺激后用清水洗净。

(4)将右侧坐骨神经双结扎，在结扎线之间将神经剪断，再以硫酸溶液刺激右侧趾端，观察结果。

(5)将浸有1%H₂SO₄的纸片贴于蟾蜍的腹部皮肤，观察四肢反应。待出现反应后，用清水洗掉腹部皮肤上硫酸液并擦干。

(6)破坏蟾蜍脊髓后，重复上述五项实验，观察四肢反应。

(7)以电刺激右侧坐骨神经外周端，观察同侧腿有无反应。

(8)以电刺激直接刺激腓肠肌，观察肌肉有无反应。

(1)剥脱脚趾皮肤要完整，若剩留皮肤会影响结果。

(2)分离坐骨神经应尽量向上，并尽量剪断与其相连的分支。

(3)每次用稀硫酸刺激时，足部浸入硫酸中的面积应相同;每次刺激后，应迅速用清水冲洗并用纱布擦干。

【思考题】运用本实验提供的条件，你可用什么办法证明坐骨神经是既有传入又有传出纤维的混合神经?

【实验目的】学习出血时间和凝血时间的测定方法，了解其临床意义。

【实验原理】出血时间是指刺破皮肤毛细血管使血液自然流出到自行停止出血所需时间，正常为1～3分钟。凝血时间是指血液流出体外至凝固所需的时间。正常人采用玻片法测定的凝血时间为2～5分钟。当毛细血管受损时，受伤的血管立即引起收缩，局部血流速度减慢，有利于血小板黏附并聚集在破损的血管处，同时血小板释放出ADP等血管活性物质，促使局部小血管发生广泛而持久的收缩，局部迅速出现止血栓，有效堵住伤口，使出血停止。因此，出血时间可反映血小板和毛细血管的功能，凝血时间主要反映血液本身的凝血过程是否正常。

【实验对象】人。

【实验器材和药品】采血针，载玻片，消毒棉球，大头针，滤纸条，秒表，75%酒精。

【实验方法和步骤】

1．出血时间测定

以75%酒精消毒耳垂或指端，待酒精自然挥发后，用消毒采血针刺入皮肤2～3mm深，让血液自然流出，勿挤压，自血液自然流出时起计算时间。每隔半分钟用滤纸吸干流出的血液一次，注意不要触及伤口，直至吸不到为止。准确记录时间，从血液流出到血流停止的时间即为出血时间。

2．凝血时间的测定

以75%酒精消毒耳垂或指端，待酒精自然挥发后，用消毒采血针刺入皮肤2～3mm深，让血液自然流出，用干棉球轻轻拭去第一滴血，待血液重新自然流出后，以清洁干燥的玻片轻取一大滴血液，每隔半分钟用大头针针尖挑血一次，直到挑起细纤维状的血丝为止，表示开始凝血。自开始流血到挑起纤维状血丝的时间为凝血时间。

(1)必须严格消毒皮肤和采血针，采血针要做到一人一针，不能混用。

(2)每次挑动血液时，应按一定方向，横过血滴，勿多方向挑动，以免影响血液凝固。

(1)出血时间长的患者凝血时间是否一定延长?

(2)试述影响凝血时间的因素。

【实验目的】通过测定不同条件下的血液凝固时间，了解血液凝固的过程及影响血液凝固的因素，加深对血液凝固原理的理解。

(1)血液凝固是一系列循序发生的酶促反应过程，有许多凝血因子参加。通常依据启动凝血方式的不同，将血液凝固过程分为内源性和外源性凝血系统。前者是指参与凝血过程的全部物质存在于血浆之中，后者则在凝血过程中有血管以外的凝血因子参加。

(2)正常情况下血液中除有凝血机制，还存在有抗凝血机制。

(3)血液凝固本质上是生物化学反应过程，故可受某些理化因素的影响。

【实验对象】家兔。

【实验器材和药品】小试管10支，小烧杯2个，10ml注射器2副，0．5ml吸管6支，哺乳类手术器械一套，动脉插管，竹签，棉花，石蜡油，恒温水浴箱，烧杯，20%氨基甲酸乙酯，肝素，草酸钾，1/40mol/L CaCl₂溶液，富血小板血浆，少血小板血浆，兔脑浸液，生理盐水，秒表。

【实验方法和步骤】

由耳缘静脉按5ml/kg的剂量注入20%氨基甲酸乙酯，将兔麻醉，背位固定于兔手术台上，剪去颈部的毛，沿正中线切一长5～7cm的切口，分离皮下组织和肌肉，找到颈总动脉，在其下穿2根丝线。一线在远心端将颈总动脉结扎，另一线作一松结，准备固定动脉插管。用动脉夹夹闭动脉，然后在远心端结扎点的下方用剪刀作一斜型切口，向心脏方向插入动脉插管，然后用丝线结扎固定。放血时松开动脉夹即可。

(1)观察纤维蛋白原在凝血过程中的作用:由颈总动脉放血10ml，分别放入两个小烧杯中，一杯静置，另一杯用竹签不断地搅动，约一分钟后取出竹签，用水洗净，可见到附着在竹签上的纤维蛋白。观察两杯血液凝固的情况。

(2)观察内源性和外源性凝血过程:取试管3支编号，按实验表3分别加入表内物质，摇匀后，每15秒将试管倾斜一次，分别记录3支试管中血液凝固时间，分析其差异。

(3)影响血液凝固的因素:取试管7支编号，按实验表4条件准备后各加血1ml，每30秒倾斜试管一次，记下凝血时间，分析其差异。如7支试管不出现凝固，再向该管内加入0．025mol/L CaCl₂3滴，继续观察。

(1)和(2)两项如需第二次放血时，最先由插管内流出的血液应弃去。

1.经竹签搅动过的血液能否凝固?为什么?

2.(1)和(2)两项第二次放血时，为什么应将最先由插管内流出的血液弃去?

【实验目的】学习用已知血清鉴定ABO血型的方法，加深理解血型分型的依据及检验血型在输血中的重要性。

【实验原理】依据红细胞膜上特异性抗原(凝集原)的种类，可将ABO血型系统区分为A型、B型、AB型和O型。当凝集原与其所对抗的凝集素相遇时，就会发生红细胞凝集反应。故可利用已知含抗A凝集素和抗B凝集素的诊断血清，分别与被测者的红细胞混合，根据是否发生红细胞凝集反应，判断红细胞所含的凝集原，从而鉴定其血型。

【实验对象】人。

【实验器材和药品】双凹玻片，采血针，玻璃棒(或牙签)，小试管，试管架，酒精棉球，干棉球，显微镜，玻璃蜡笔，抗A、抗B诊断血清。

【实验方法和步骤】

1．取干净双凹玻片一块

用玻璃蜡笔在左右上角分别标上A、B字样。

A侧孔和B侧孔内分别滴加抗A诊断血清和抗B诊断血清各一滴。

3．制备红细胞悬液

将受者耳垂或指尖消毒，针刺取血1～2滴，放入装有1ml生理盐水的试管中，摇匀制成红细胞悬液备用。

用小滴管分别向A、B两孔加入受试者的红细胞悬液一滴，用玻璃棒一端搅匀抗A诊断血清与红细胞悬液，另一端搅匀抗B诊断血清与红细胞悬液，放置10～20分钟后观察有无凝集现象。如用肉眼观察无法判断是否凝集，可用显微镜低倍镜观察。

另外，也可用酒精棉球消毒耳垂或指端后，用消毒采血针刺破皮肤，捏住消毒牙签中间，用一端取一滴血与抗A诊断血清充分混匀，用另一端取一滴血与抗B诊断血清充分混匀。放置5～10分钟后观察有无凝集现象．如用肉眼观察无法判断是否凝集，可用显微镜低倍镜观察。

(1)采血针和采血过程必须严格消毒，以防感染。

(2)玻片要保持干燥，用水清洗后，玻片要擦干。

(3)牙签的两头不能混淆。

(4)注意区别凝集现象与红细胞叠连现象。

(1)已知某人血型为A型，是否可用他的血去鉴定另一个人的血型?用什么方法?

(2)为什么输同型血还必须作交叉配血试验?

【实验目的】熟悉听诊器的主要结构和使用方法，指出心音听诊的部位，初步学会分辨第一心音和第二心音。

【实验原理】心音主要是由心瓣膜关闭及血流撞击心室壁引起的振动所发出的声音。将听诊器置于心前区胸壁的不同听诊区，可在每一个心动周期中听到两个心音，即第一心音和第二心音。

【实验对象】人。

【实验器材和药品】听诊器。

【实验方法和步骤】

1．确定听诊部位

(1)受试者解开上衣，面向亮处坐好，检查者坐在对面。

(2)参照实验图2，仔细观察或用手触诊受试者心尖搏动的位置，并确定心音听诊的各个部位。

(3)心音听诊的各个部位:①二尖瓣听诊区:胸骨左缘锁骨中线内侧第五肋间(心尖部);②主动脉瓣听诊区:胸骨右缘第二肋间;③主动脉瓣第二听诊区:胸骨左缘第三肋间;④肺动脉瓣听诊区:胸骨左缘第二肋间;⑤三尖瓣听诊区:胸骨右缘第四肋间或胸骨剑突下。

(1)检查者戴好听诊器，听诊器耳件应与外耳道方向一致(斜向前方)，以右手的食指、拇指和中指轻持听诊器的胸件，紧贴于受试者胸部皮肤，依次仔细听取心音，通常顺序为二尖瓣听诊区、主动脉瓣听诊区、肺动脉瓣听诊区、主动脉瓣第二听诊区及三尖瓣听诊区。

(2)根据第一心音和第二心音的特征，仔细区分第一心音和第二心音，如果难以分辨，可用左手触诊心尖搏动或颈动脉搏动，与此同时出现的心音即为第一心音。

(1)保持室内安静，以利听取声音。

(2)听诊器耳件应与外耳道方向一致(斜向前方)。

(3)如果呼吸音影响听诊时，可让受试者屏气，以便听清心音。【思考题】如何区分第一心音和第二心音?

【实验目的】熟悉血压计的主要结构，初步学会间接测量人体动脉血压的方法，通过观察运动前后血压的变化，加深对影响动脉血压因素的理解。

【实验原理】通常血液在血管内流动时没有声音，但流经狭窄处可形成涡流则会发出声音。测量动脉血压是用充气袖带压闭动脉，阻断血流，然后逐渐放气。当袖带内压力等于或约低于动脉内最高压时，有少量血液通过压闭区狭窄处形成涡流而发出声音。刚能听到声音时袖带内压力相当于收缩压;继续放气，在袖带内压力低于收缩压高于舒张压的阶段中，血液断续地通过压闭区，流过的血量逐次增多，声音越来越强而清晰，当袖带内压力等于或略低于舒张压时，血管内血流由断续变为连续，失去了形成涡流的因素而使声音突然降低或消失，此时袖带内的压力相当于舒张压。

【实验对象】人。

【实验器材】血压计，听诊器。

【实验方法和步骤】

(1)受试者静坐5分钟，脱去一侧衣袖。前臂平放桌上，手掌向上，使上臂与心脏处于同一水平。

(2)松开血压计橡皮球上的螺丝帽，驱去袖带内的残气，再向前拧紧螺丝帽，打开水银槽开关。

(3)将袖带缠于受试者上臂，袖带下缘应在肘窝上2cm处(实验图3)，松紧适宜。

(4)戴好听诊器，用手在受试者肘窝内侧触及肱动脉搏动处后，把听诊器胸件放于其上。

(5)右手持橡皮球，左手扶胸件，向袖带内打气加压，同时注意听诊血管声音变化，在声音消失后再加压20mmHg(2．6 kPa)左右，然后松开气囊螺帽，缓慢放气，使水银柱缓缓下降。当听到“嘣嘣”样第一声动脉音时，血压计上所示水银柱刻度即代表收缩压。

(5)继续缓慢放气，可听到声音由低变高。当水银降到某一水平时，“嘣嘣”样声音突然由强到弱，这时水银柱液面所对应刻度即代表舒张压。

(7)运动对血压的影响:受试者以1次/S的速度作20次下蹲起立运动后，即刻3min、5min各测血压一次，观察其变化。

(1)室内应保持安静，以利听诊。

(2)短时间内不宜反复多次测量血压。重复测量时，袖带内压力必须下降到零后才能再注气。

(3)使用血压计过程中，开始充气时打开水银槽开关。使用完毕后应关上开关，以免水银溢出。

【思考题】将全班同学运动后收缩压与舒张压的变化进行统计，分析其变化的差异与原因。

【实验目的】通过结扎阻断窦－房或房－室兴奋传导，观察蛙心静脉窦、心房、心室兴奋与收缩的顺序以及额外刺激对心脏收缩的影响，以加深对心肌生理特性的理解。

【实验原理】哺乳动物心脏特殊传导系统(结区除外)具有自动节律性。正常心脏窦房结的自律性最高，主导整个心脏的节律性兴奋和收缩，故称为正常起搏点，窦房结以外的自律性心肌为潜在起搏点。两栖动物心脏的正常起搏点是静脉窦，其产生的兴奋依次传导到心房，心室并引起收缩。

【实验对象】蟾蜍或蛙。

【实验器材和药品】蛙类手术器械一套，蛙心夹，丝线，小试管，任氏液和滴管。

【实验方法和步骤】

(1)取蟾蜍一只，破坏脑和脊髓，取仰卧位将其固定在蛙板上，用粗剪刀剪开胸部皮肤并沿中线剪开胸骨。将胸骨向两侧牵拉，以充分显露心包和心脏。用小镊子夹起心包膜，用眼科剪小心剪开心包，暴露心脏。

(2)参照实验图4辨认心脏表面结构。在心脏腹面可见左心房和一个心室。然后用系有丝线的蛙心夹在心室舒张期夹住心尖部少量的心肌，将心脏向头侧方向轻轻提拉，以暴露心脏背面，可见搏动的静脉窦、心房和心室。注意在静脉窦与心房交界处有一半月形白线，即窦房沟。

①观察并记录心脏跳动频率，并观察静脉窦、心房和心室三者收缩的时间顺序。

②盛有35～40℃热水的小试管分别依次接触心室、心房、静脉窦以提高它们的温度，同时分别观察记录心跳频率的变化。

③用丝线在静脉窦与心房之间(窦房沟)结扎(斯氏第一结扎，实验图5，A)以阻断静脉窦兴奋传导，观察心房和心室跳动是否暂时停止?心房与心室恢复跳动后，静脉窦、心房和心室跳动频率有何变化?并观察它们的跳动是否一致。

④在房室之间穿一丝线，在房室沟做第二结扎(斯氏第二结扎，实验图5，B)以阻断房－室兴奋传导，观察心室是否暂时停止跳动，等心室恢复跳动后分别记录静脉窦、心房、心室的跳动频率。

(1)剪开心包时要仔细，勿伤及心脏和大血管。

(2)实验过程中应经常用任氏液润湿心脏。

(3)用小试管局部加温时，位置要准确，接触面不宜过大，时间不宜过长。

(4)结扎后如心房和心室停跳时间过长，可用玻璃钩给心脏和心室一机械刺激、促进心房和心室恢复跳动。

【思考题】结扎后，结扎以下部位为什么能恢复搏动?上下搏动频率有何不同?

【实验目的】通过观察蟾蜍肠系膜血管内的血流，了解微循环各组成部分的结构和血流特点。

【实验原理】微循环是指微动脉和微静脉之间的血液循环，是血液与组织液直接进行物质交换的场所。由于肠系膜较薄，故可借助于低倍显微镜很容易观察到微循环区血液的流动情况。

【实验对象】蟾蜍或蛙。

【实验器材和药品】蛙类手术器械一套，蛙板，显微镜，大头针，20%的氨基甲酸乙酯，任氏液和滴管。

【实验方法和步骤】

取蟾蜍一只，以20%的氨基甲酸乙酯进行皮下淋巴囊注射麻醉，剂量为2mg/g，待蟾蜍麻醉后，将蛙腹位(或背位)固定在蛙板上。

从腹部侧面剪一长形切口，用小镊子夹住肠管，轻轻拉出一段小肠，将肠系膜展开，用数枚大头针固定在蛙板上。

在低倍显微镜下，分辨小动脉、小静脉和毛细血管，观察其中的血流特征和血细胞在血管内流动的形式。

(1)手术操作要仔细，手术过程中尽量避免出血。

(2)固定肠系膜不要绷得太紧，以免影响血管内血液流动。

(3)为防止肠系膜干燥，应经常以任氏液润湿肠系膜。

(1)实验中，如何区分小动脉、小静脉和毛细血管?

(2)小动脉、小静脉的血流方式有何不同?

【实验目的】学习家兔动脉血压的直接测量法，通过直接测量和记录动物动脉血压方法观察多种神经及体液因素对血压的影响，以加深对动脉血压形成和影响因素的理解，加深对血管活动调节机制的理解。

【实验原理】调节心血管活动的神经主要是交感神经和迷走神经。心交感神经对心脏的活动起兴奋作用，引起心肌收缩力增强，心率加快，房室传导加快，而心迷走神经作用相反。交感缩血管神经释放去甲肾上腺素使皮肤、肾脏及消化道平滑肌的血管收缩，全身血流阻力增加。心血管活动还受体液因素的调节，主要是肾上腺素和去甲肾上腺素，它们调节心血管的作用既有相同点又有不同点。

生理状态下，哺乳动物血压的相对稳定主要依赖于颈动脉窦和主动脉弓压力感受器反射。

【实验对象】家兔。

【实验器材和药品】哺乳动物手术器械一套，保护电极，血压换能器，动脉插管，铁支架，三通管，BL－420生物机能实验系统，20%氨基甲酸乙酯，0．5%肝素生理盐水，1/10000肾上腺素溶液，1/10000乙酰胆碱溶液，1/10000去甲肾上腺素溶液，注射器(1ml、2ml、20ml各1只)，生理盐水，有色丝线。

1．仪器的连接及调试

(1)仪器连接:用双凹夹将血压换能器固定在铁支架上，使换能器与心脏大致在同一位置上，将换能器连于BL－420生物机能实验系统的一通道，换能器另一端经三通管与动脉插管相连。通过三通开关用肝素生理盐水充灌血压换能器和动脉插管，排尽血压换能器与动脉插管中的气泡，然后关闭三通开关备用。

(2)刺激输出:将双极保护电极的引线与刺激输出线相接，并将输出线另一端的专用插头与BL－420生物机能实验系统的刺激接口相连接。

(3)打开计算机，进入BL－420生物机能实验系统操作界面，选择菜单栏实验项目→循环实验→兔动脉血压调节。

(1)麻醉与固定:按5ml/kg的剂量由耳缘静脉缓慢注入20%氨基甲酸乙酯将兔子麻醉，将动物仰卧位固定在手术台上，颈部必须放正拉平。

(2)分离颈部血管和神经:剪去颈部的毛，沿中线作5～7cm的切口，用止血钳分离皮下组织和肌肉，暴露出气管，分离气管，在甲状软骨下约1cm做倒T切口，插入气管插管，并用丝线固定。用左手拇指和食指捏住切口右侧的皮肤和肌肉，其余三指从皮肤外面略向上顶，便可暴露出与气管平行的颈总动脉鞘。鞘内走行有颈总动脉、迷走神经、交感神经和减压神经。仔细辨认三条神经，迷走神经最粗，交感神经次之，减压神经最细且与交感神经紧紧贴在一起，用玻璃分针依次分离颈总动脉、迷走神经、交感神经、减压神经并穿入不同颜色的用生理盐水浸润的丝线(颈总动脉下穿二根丝线)。再用同样的方法将左侧颈总动脉分离出来备用。

(3)动脉插管:在左侧颈总动脉的近心端夹一动脉夹，结扎其远心端。结扎处与动脉夹之间的距离应达到3cm左右，然后在结扎处的近心端用眼科剪剪一斜切口，将已准备好的充满肝素生理盐水的动脉插管向心脏方向插入动脉，用线扎紧并向两侧绕至插管的橡皮管上扎紧，以防滑脱。插好后应保持插管与动脉方向一致。夹闭注入抗凝剂的换能器一侧接嘴，拔出注射器。慢慢放开动脉夹，点击“采样”便可记录动脉血压。

(1)描记一段正常的血压曲线，在曲线上可见到随心室舒缩而产生的一级波(心波)和随呼吸运动而产生的二级波(呼吸波)。

(2)夹闭颈总动脉:用动脉夹夹闭右侧颈总动脉5～10秒，观察血压的变化。

(3)牵拉颈总动脉:手持左侧颈总动脉远心端的结扎线，向心脏方向轻轻拉紧，然后做有节奏的牵拉(2～5次/S，持续5～10秒)，观察血压的变化。

(4)刺激减压神经:先用保护电极刺激完整的右侧减压神经，观察血压的变化，再在神经中段做双重结扎，在两结扎线之间剪断神经，以同样的刺激参数分别刺激其中枢端和外周端，观察血压变化。

(5)结扎并剪断右侧迷走神经，刺激其外周端，观察血压的变化。

(6)由耳缘静脉缓慢注入1/10000肾上腺素溶液0．2～0．3ml，观察血压变化。

(7)由耳缘静脉缓慢注入1/10000去甲肾上腺素溶液0．2～0．3ml，观察血压变化。

(8)由耳缘静脉缓慢注入1/10000乙酰胆碱溶液0．2～0．3ml，观察血压变化。

(1)每观察一次后，必须等血压基本恢复到原水平时，再进行下一次观察。

(2)分离血管和神经时，动作要轻柔。

(3)同学之间应合理分工，相互协作，密切配合，使实验顺利进行。

【思考题】刺激完整的减压神经，血压如果不出现变化，可能的原因是什么?

【实验目的】了解肺通气功能测定的方法，加深对肺容量所包含的各个概念的理解，并掌握其概念和正常值。

【实验原理】肺的主要功能是进行气体交换以满足机体新陈代谢的需要，包括肺通气和肺换气两个方面。肺与外界大气不断地进行气体交换的过程，称为肺通气。肺通气功能的测定是评定肺功能的重要指标，

【实验对象】人。

【实验器材和药品】电动单筒肺量计，橡皮吹嘴，鼻夹，75%酒精棉球。

【实验方法和步骤】

1．电动单筒肺量计的构造和原理

肺量计主要由一对套在一起的圆筒组成，外筒装满清水，其底部有排水阀门，可以放水。中央有进气管，管的上端露出水面，管的下端通向筒外的三通阀门，呼吸气即由此出入。内筒为倒叩于外筒中的浮筒，浮筒内部是一密闭的空间，使浮筒可随呼吸气体的进出而升降。通过肺量计顶部的进气接头可向浮筒内充入所需气体。浮筒容量6～8升，筒顶系有细绳，经滑轮架与平衡锤相连。锤重恰与浮筒重相平衡，使呼气、吸气都不感到费力。根据浮筒的升降，从刻度标尺上可读出肺量计的气体量，浮筒升降时带动描笔进行描记。在呼气管道上安装有钠石灰筒，用来吸收呼出气体中的CO₂。

(1)向肺量计内装入适量清水，调整零位调节螺帽，使浮筒不充气时记录笔尖处于零位。

(2)向钠石灰筒内装入钠石灰。

(3)将肺量计进气接头阀门打开将浮筒慢慢上提，向浮筒内充入6～8升新鲜空气，然后关闭进气阀门，放下记录笔使之与记录纸接触。

(4)让受试者静坐于肺量计侧面看不到记录纸的位置上。取经过75%酒精消毒的橡皮吹嘴接口接在肺量计管的三通阀门上。接口的薄橡皮胶片置于口腔前庭，用牙咬住接口上的两个突起。

(5)用鼻夹夹鼻，使受试者只能用口经三通阀门呼吸外界空气。待适应后，在呼气末旋转阀门，使受试者呼吸浮筒内的空气，即可进行描记，走纸速度选择50mm/min。

(1)潮气量:记录平静呼吸曲线约1分钟，多次呼吸气量的平均值即潮气量。

(2)补吸气量:令受试者在平静吸气末作一次最大限度吸气，平静吸气末以后曲线延长的部分为补吸气量。

(3)补呼吸量:稍待呼吸平静，即令受试者在平静呼气末作一次最大限度呼气，平静呼气末以后曲线延长部分即为补呼气量。

(4)肺活量:令受试者作一次最大限度吸气，然后紧接着尽力呼完，整个曲线的变化幅度即为肺活量。

(5)用力呼气量:令受试者作最大限度吸气，在吸气末屏气1～2秒，按下变速器“1”，立即令受试者用最快速度呼气，直至不能呼出为止。即时关闭记录按钮，此期间记录纸前进的速度为每秒一大格，在纸上可读出呼气开始后第一秒末，第二秒末和第三秒末所呼出的气量，计算它们各占全部呼出气量的百分率。

(6)最大通气量:按下变速器“2”，此时记录纸每15秒前进一大格。令受试者在15秒内尽力作最深最快的呼吸。计算15秒内吸入或呼出气体的总量，再乘以4，即每分钟最大通气量。

关闭电源，撤下橡皮吹嘴与鼻夹，撕下记录纸进行分析和计算。

(1)肺量计中的水应在试验前4小时灌入，使水温与室温相平衡。水量装得不能太多或太少。

(2)实验时应注意避免从鼻孔或口角处漏气。

(3)测定最大通气量前，先让受试者练习如何进行最深又最快的呼吸。

(1)肺活量和用力呼气量(时间肺活量)的意义有何不同?

(2)为什么测定最大通气量时，只进行15秒钟深快呼吸而不是1分钟?

【实验目的】学习运用计算机记录呼吸运动的方法。观察某些理化因素对家兔呼吸频率、节律、幅度的影响，从而加深对呼吸运动调节的认识和理解。

【实验原理】节律性呼吸运动是由呼吸中枢的节律性活动产生的。呼吸中枢的活动受内外环境各种刺激的影响，这些神经或化学因素(如血液或脑脊液中的PO₂，PCO₂和H+)可直接作用于呼吸中枢或通过不同的感受器反射性地影响呼吸运动。

【实验对象】家兔。

【实验器材和药品】哺乳动物手术器械一套，兔手术台，气管插管，注射器(20ml、5ml)各一只，50cm长橡皮管一条，CO₂气囊，3%乳酸，空气气囊，钠石灰瓶，20%氨基甲酸乙酯，保护电极，纱布，丝线，烧杯，呼吸换能器，BL－420生物机能实验系统。

【实验方法和步骤】

(1)麻醉:用20%氨基甲酸乙酯按5ml/kg经耳缘静脉缓慢注射。

(2)颈部手术:将动物仰卧固定于兔手术台上，沿颈部正中线做3～5cm长切口。分离气管并穿线，在气管表面做倒“T”形切口，沿向心端插入气管插管并结扎固定。分离两侧迷走神经，穿线备用。

2．仪器的连接与操作

(1)将呼吸换能器输入线尾端插入接口2，另一端与Y型气管插管之一侧相连;将刺激输出线之尾端与计算机刺激接口相连，另一端连接保护电极备用。

(2)打开计算机，进入BL－420生物机能实验系统操作界面，选择菜单栏实验项目→呼吸实验→呼吸运动的调节。

(1)观察正常的呼吸运动曲线，注意曲线方向与吸气及呼气的关系。

(2)增加吸入气CO₂浓度:将CO₂气囊管口与气管插管通气的侧管管口用小烧杯罩住，打开气囊管，使吸气含有较多CO₂。观察呼吸运动及曲线变化，同时作出标记。移开气囊，观察呼吸运动的恢复过程。

(3)缺O₂:将空气囊与钠石灰瓶相连，再将钠石灰瓶与气管插管通气的侧管相连，使动物通过钠石灰瓶呼吸气囊中的空气，此时呼出的CO₂可被钠石灰吸收。随着呼吸的进行，气囊中的O₂将逐渐减少，而CO₂并不增加。观察并记录缺氧条件下呼吸运动的变化并作出标记。

(4)增大无效腔:在气管插管通气的管口上接上50cm长橡皮管，使无效腔增大，观察并记录呼吸运动的变化，作出标记。

(5)经耳缘静脉注射3%乳酸2ml，观察并记录呼吸运动的变化，作出标记。

(6)切断迷走神经:结扎并剪断一侧迷走神经，观察呼吸运动的变化，结扎并剪断另一侧迷走神经，观察呼吸运动的变化。

(7)电刺激迷走神经中枢端:以连续中等强度的电刺激间断刺激一侧迷走神经的中枢端，观察呼吸运动的变化(刺激不能过强，否则将引起呼吸停止)。

(1)切开气管时，若有出血应先将气管内血块清理干净，以免堵塞气管插管。

(2)增加吸入气CO₂浓度时，气囊开口不要直接对着气管插管开口，以免CO₂浓度增加过快引起呼吸运动大幅度变化。

(3)注射3%乳酸时，要严格掌握剂量，并避免乳酸溢出血管刺激皮肤引起动物挣扎。

(4)每一项目观察前均应有正常的呼吸运动曲线作为对照。

【思考题】如果将双侧颈动脉体麻醉，分别增加吸入气中CO₂浓度和给予缺O₂刺激，结果有何不同?

【实验目的】学习从输尿管引流尿液的方法，观察影响尿生成的若干因素，并分析其作用机制。

【实验原理】肾脏的主要功能是生成尿。尿生成的过程包括:肾小球的滤过，肾小管和集合管的重吸收及分泌。本实验在急性实验条件下，施加不同的因素，观察尿量及其成分的变化，以加深对理论知识的理解。

【实验对象】家兔。

【实验器材和药品】哺乳动物手术器械一套，兔手术台，BL－420生物机能实验系统，受滴器，保护电极，血压换能器，恒温水浴，气管插管，动脉插管，输尿管导管，滴管，注射器(20ml、2ml各一付)及针头，培养皿，酒精灯，试管架，试管2支，试管夹(2支)，铁支架，20%氨基甲酸乙酯，20%葡萄糖，生理盐水，肝素生理盐水溶液(100u/ml)，1∶10000去甲肾上腺素，速尿，班氏试剂，垂体后叶素2u。

【实验方法和步骤】

(1)麻醉与固定:耳缘静脉注射20%氨基甲酸乙酯(5ml/㎏)麻醉家兔，仰卧固定。

(2)颈部手术:常规行气管插管术，分离左侧颈总动脉，将与血压换能器相连的预先充满肝素生理盐水的动脉插管插入其中并结扎固定。分离右侧迷走神经，穿线备用，手术结束后，用温生理盐水纱布覆盖创面。

(3)腹部手术:尿液收集方法选择输尿管导管法。沿膀胱找到并分离两侧输尿管，在靠近膀胱处穿线并将其结扎;再在离此结扎处约为2cm的输尿管近肾端穿一根线，在管壁剪一向肾端的小切口，插入充满生理盐水的细塑料导尿管并结扎固定。再插入另一侧输尿管导管。将两插管并在一起连至记滴器。手术完毕后，用温生理盐水纱布覆盖腹部切口。

2．仪器连接及操作

(1)将血压换能器尾端与BL－420生物机能实验系统1通道连接。

(2)将记滴器尾端与BL－420生物机能实验系统2通道连接。

(3)将刺激器尾端与BL－420生物机能实验系统的刺激输出连接。

(4)打开计算机并启动BL－420生物机能实验系统，选择菜单栏实验项目→泌尿实验→尿生成的影响因素。

(1)记录一段正常血压曲线及尿液滴数。

(2)耳缘静脉快速注射37⁰C生理盐水15～20ml，观察血压和尿量变化。

(3)静脉注射1∶10000去甲肾上腺素0．5ml，观察血压和尿量变化。

(4)取尿液2滴至装有1ml班氏试剂的试管中，在酒精灯上加热作尿糖定性实验，然后静脉注射20%葡萄糖溶液5ml，观察尿量变化。待尿量明显增加时，再取尿液2滴作尿糖定性实验。

(5)结扎并剪断右迷走神经，用中等强度电刺激连续刺激其外周端20～30秒，使血压下降至50mmHg(6．67 kPa)左右，观察血压和尿量变化。

(6)静脉注射速尿(5mg/kg体重)，观察尿量及血压变化。

(7)静脉注射垂体后叶素2u，观察尿量及血压的变化。

(1)选择家兔体重在2．0kg左右，实验前给兔多喂菜叶，或用橡皮导尿管向兔胃内灌入40～50ml清水，以增加基础尿量。

(2)实验中需多次进行静脉注射，应注意选择耳缘静脉好的家兔。保护好耳缘静脉，注射部位应从耳尖部开始，逐步向耳根移行。亦可保留耳缘静脉输液用的头皮针，方便静脉给药。

(3)手术过程要轻柔，避免出现损伤性尿闭。

(4)每项实验应在血压、尿量基本恢复至对照值后再进行。

(5)实验顺序安排是在尿量增多的基础上进行减少尿量生成的实验项目，在尿量减少的基础上进行促进尿量生成的实验项目。

(6)尿糖定性方法:在试管内盛1ml班氏试剂，加入尿液2滴，在酒精灯上加热至煮沸(注意加热时勿使试管口对准他人以免液体溅出伤人，同时要不断摇动试管以使受热均匀)。冷却后观察试液和沉淀物颜色，如试液由蓝绿变黄或砖红色则表示尿糖定性实验阳性。

(1)垂体后叶素主要含什么激素?为什么观察时间要久些?

(2)本实验哪几项属于渗透性利尿?

【实验目的】观察电刺激兔大脑皮层运动区的不同区域引起的肌肉运动，以了解大脑皮层运动区的功能定位特点。

【实验原理】大脑皮层运动区是调节躯体运动功能的高级中枢，通过锥体系及锥体外系下行通路调节脑干和脊髓运动神经的活动，从而控制肌肉的运动。电刺激大脑皮层运动区的不同部位，能引起特定的肌肉或肌群的收缩运动。

【实验对象】家兔。

【实验器材和药品】哺乳动物手术器械一套，颅骨钻，咬骨钳，骨蜡或止血海绵，20%氨基甲酸乙酯，生理盐水，气管插管，纱布，脱脂棉，BL－420生物机能实验系统，暴露电极，液体石蜡。

【实验方法和步骤】

方法同前动物实验。

将兔仰卧位固定于手术台上，剪去颈部的毛，在颈部皮肤正中作5～7cm切口，分离肌肉，作气管插管。改俯卧位固定，剪去头顶部毛，沿颅正中线切开皮肤并用刀柄刮去颅顶骨膜。用骨钻在矢状缝外冠状缝后的骨板上钻孔，勿伤及硬脑膜。用咬骨钳扩大创孔，暴露一侧大脑表面。用小镊子夹起硬脑膜，仔细剪去，暴露出大脑皮层，滴上少许温热液体石蜡，以防皮层干燥。手术后放松动物的头及四肢，以便观察躯体运动效应。

打开计算机，进入BL－420生物机能实验系统操作界面，选择输入信号→1通道→肌电信号。调整刺激参数为:连续单，强度3～6V，频率25～30Hz。

将刺激电极接触到皮层表面，依次刺激大脑皮层运动区的不同部位，观察躯体运动反应。每次刺激1～5秒，每次刺激后休息1min。描绘出兔大脑半球顶面观的示意图，将观察到的反应标记在图上。

(1)动物麻醉不宜过深。

(2)刺激电极的间距要小，但勿短路。

(3)术中要仔细止血，勿伤及大脑皮层。

【思考题】大脑皮层运动功能区的特征是什么?

【实验目的】观察去大脑僵直现象，证明中枢神经系统对肌紧张的调节作用。

【实验原理】中枢神经系统对肌紧张具有易化和抑制作用。通过两者的相互作用保持骨骼肌适当的紧张度，以维持机体的正常姿势。如果在动物的中脑上下丘之间切断脑干，造成抑制区的活动减弱而易化区的活动相对地加强。动物出现四肢伸直，头尾上翘，脊柱挺硬等伸肌肌紧张亢进的特殊姿势，称为去大脑僵直。

【实验对象】家兔。

【实验器材和药品】哺乳动物手术器械一套，颅骨钻，咬骨钳，骨蜡或止血海绵，20%氨基甲酸乙酯，生理盐水，气管插管，丝线，纱布，脱脂棉。

【实验方法和步骤】

1．按前面动物实验操作麻醉家兔

(1)颈部手术:将兔仰卧位固定于手术台上，剪去颈部的毛，在颈部皮肤正中作5～7cm切口，分离肌肉，作气管插管。找出两侧颈总动脉，分别穿线结扎，以避免脑部手术出血太多。

(2)开颅手术:将兔改为俯卧位，剪去头顶部的毛，头部抬高固定，由两眉间至枕部将头皮纵行切开，用手术刀柄向两侧剥离肌肉和骨膜。用颅骨钻在顶骨两侧各钻一孔，用咬骨钳将创孔扩大，直至两侧大脑半球表面基本露出。咬骨时注意勿伤及硬脑膜，若有出血及时用骨蜡止血。在接近颅骨中线和枕骨时尤须防止伤及矢状窦和横窦而引起大出血。细心剪除硬脑膜，暴露出大脑皮层，滴少量石蜡油防止脑表面干燥。

(3)将动物头托起，用刀柄从大脑半球后缘轻轻翻开枕叶，即可见到中脑上下丘，然后用手术刀刀背在上下丘之间向口裂方向呈45度方位插入至颅底，同时向两侧拨动、推压(实验图6)，切断脑干。

将家兔侧卧，几分钟后，可见兔的四肢伸直，头昂举，尾上翘，呈角弓反张现象，即为去大脑僵直现象(实验图7)。