目录

  • 1 实验机能学概述
    • 1.1 实验机能学性质、任务第一版
    • 1.2 实验机能学研究方法
    • 1.3 实验机能学的教学目的、内容和要求
    • 1.4 实验分组与人员分工
    • 1.5 实验资料的收集、记录方法
    • 1.6 实验课评价标准
    • 1.7 实验室安全
    • 1.8 学习方法
    • 1.9 科学与人文
  • 2 生物信号的采集与处理
    • 2.1 生物信号
    • 2.2 BL-420N 生物信号采集处理系统
  • 3 常用实验动物
    • 3.1 常用实验动物种类
    • 3.2 常用实验动物的选择
    • 3.3 善待实验动物
  • 4 常用手术器械及手术基本操作
    • 4.1 常用手术器械
    • 4.2 动物手术基本操作
      • 4.2.1 手术部位剪毛
      • 4.2.2 皮肤切口
      • 4.2.3 打结
      • 4.2.4 颈部组织暴露与分离
      • 4.2.5 颈外静脉插管
      • 4.2.6 气管插管
      • 4.2.7 颈总动脉插管
      • 4.2.8 开颅术
      • 4.2.9 离体肠管制备
      • 4.2.10 膀胱插管
      • 4.2.11 肝大部切除
  • 5 动物实验常用技术
    • 5.1 常用动物捉持法
    • 5.2 常用动物给药法
      • 5.2.1 经口给药法
      • 5.2.2 注射给药法
    • 5.3 动物麻醉方法
    • 5.4 常用动物取血法
    • 5.5 动物心电描记
    • 5.6 动物性周期检查
    • 5.7 动物急救和安死术
  • 6 常用动物实验标本制备
    • 6.1 蛙坐骨神经-腓肠肌标本制备
    • 6.2 蛙坐骨神经-胫腓神经标本制备
    • 6.3 离体蛙心插管制备
  • 7 常用试剂药物配制
    • 7.1 常用生理盐溶液配制
    • 7.2 常用抗凝剂配制
    • 7.3 药物剂量的换算与配制
  • 8 实验设计
    • 8.1 立题
    • 8.2 实验设计
  • 9 动物机能学实验
    • 9.1 室性早搏的产生
    • 9.2 骨骼肌兴奋与兴奋收缩脱偶联
    • 9.3 神经干动作电位传导速度测定与神经损伤
    • 9.4 生理性止血及影响血液凝固的因素
    • 9.5 高钾血症及其治疗
    • 9.6 筒箭毒碱对神经动作电位及肌电活动的影响
    • 9.7 镇痛药、抗惊厥药物的作用
    • 9.8 肝药酶对药物作用的影响
    • 9.9 二室模型药物代谢动力学参数测定
    • 9.10 药物的安全性评价
    • 9.11 影响药物作用的因素
    • 9.12 有机磷酸酯类药物中毒与解救
    • 9.13 心律失常的表现与治疗
    • 9.14 各种离子和药物对离体心脏活动的影响
    • 9.15 急性中等量失血性休克的表现与抢救
    • 9.16 药物对血压的影响及其受体机制分析
    • 9.17 急性呼吸功能不全的表现与急救
    • 9.18 消化道平滑肌的收缩
    • 9.19 肝性脑病
    • 9.20 影响尿生成的因素及利尿剂的应用
    • 9.21 急性肾功能衰竭
    • 9.22 水肿与利尿药的作用
    • 9.23 酸碱平衡紊乱
    • 9.24 缺氧
    • 9.25 中枢神经系统损伤
    • 9.26 尾核神经元单位放电
    • 9.27 吗啡对大鼠大脑皮层诱发电位的影响
    • 9.28 氟哌啶醇对椎体外系的影响及东莨菪碱的对抗作用
    • 9.29 海马神经元单通道电流记录
    • 9.30 海马脑片椎体神经细胞离子通道电流记录
  • 10 人体机能学实验
    • 10.1 心音听诊与心音图描记
    • 10.2 动脉血压测量
    • 10.3 心电图描记
    • 10.4 肺功能测量
    • 10.5 运动对血压、心率和呼吸的影响
    • 10.6 肌电图描记
    • 10.7 脑电图描记
    • 10.8 视野的测定
    • 10.9 视力的测定
    • 10.10 色盲的检查
    • 10.11 视深度的测定
    • 10.12 视觉反射
    • 10.13 眼电图描记
  • 11 虚拟仿真实验
    • 11.1 医学虚拟仿真中心
  • 12 创新设计性实验的设计与实施
    • 12.1 选题与设计
    • 12.2 实验研究
吗啡对大鼠大脑皮层诱发电位的影响

【背景】皮层体感诱发电位(cortical somatosensory evoked potentialCSEP)是由各种诱发体感刺激信号传入大脑皮层后,激活了相应感觉区的皮层神经元而产生的突触后电位构成的,是突触后电位的总和,而没有动作电位成分。刺激产生的神经冲动,沿各自的感觉传导通路到达大脑皮层后,引起神经细胞及其树突的膜电位的变化。膜的去极化过程发生在神经元的突触后,产生突触后电位(postsynaptic potentialPSP),它们在时间和空间上的总和,形成了大脑皮层的诱发电位。利用记录诱发电位的方法,有助于了解各种感觉投射的定位。可以通过施加一定的因素,观察皮层诱发电位的变化,进而了解中枢神经系统疾病引起的功能改变。本实验目的在于通过观察电刺激桡神经在兔大脑皮层相应区域引导的诱发电位,了解皮层诱发电位与特异感觉投射系统的关系,并观察吗啡(morphine)对大鼠大脑皮层诱发电位的影响。

【分析与思考】

   1何谓大脑皮层诱发电位?

   2诱发电位与自发电位有哪些不同?

   3何谓平均诱发电位?有何意义?

   4为何在实验中选用10%氨基甲酸乙酯与 1%氯醛糖混合麻醉剂?

   5如何分离家兔挠神经?刺激参数如何?  

   6如何设置家兔皮层诱发电位引导电极?

   7皮层诱发电位的主反应是否为动作电位?其先正后负的原理如何? 

   8在引导出皮层诱发电位前,显示屏上的不规则电位波动是什么电位?是怎样形成的?

【实验对象】

【实验条件】

哺乳动物手术器械;兔手术台、马蹄形头固定器、电极支架、牙科钻;BL-420N生物信号采集处理系统;保护电极、皮层引导电极(可用一端在酒精灯上烧成球状,并有一小段弹簧样环绕的银丝电极);滴管、棉花、骨蜡;10%氨基甲酸乙酯与1%氯醛糖混合麻醉剂、38生理盐水与石蜡油、吗啡。

   【实验设计】

根据给定的实验对象和条件,请设计一个实验,利用记录诱发电位的方法,记录大脑皮层的诱发电位。并观察吗啡对大鼠大脑皮层诱发电位的影响。

【实验步骤与观察项目】

1.实验步骤

1)麻醉:10%氨基甲酸乙酯与 1%氯醛糖混合麻醉剂5ml/kg经耳缘静脉注射。实验过程中约以每小时0.5ml/kg的维持量经皮下注射补充麻醉,以维持麻醉水平,一般以呼吸维持在20/min左右,皮层自发电位较小为宜。

2)动物固定与手术:将兔固定在兔手术台上,取俯卧位。

 固定兔的头部:应用马蹄形头固定器将头三点固定,即将固定器两侧的尖头金属棒插入左、右外耳道,门齿套入门齿环中固定。保持兔头处于水平位置并略高于躯干。

分离桡神经: 在左侧前肢的肘部桡侧切开皮肤,寻找分离桡神经约3cm长,以沾有液体石蜡(38℃)的棉花包裹保护,并将皮肤切口关闭,夹好备用。

开颅: 剪去头顶部手术区的被毛,正中切开皮肤,暴露头骨。在前囱左侧约4mm处钻孔开颅,但应该将前囱保留下来作为定位参考标志。出血时可用骨蜡止血。进一步使孔径扩大,约为7-10mm。将记录电极安放在大脑皮层前肢感觉一区,使银球引导电极与皮层表面接触,表面滴加 38℃液体石蜡,以防干燥。

连接电极: 将刺激电极和引导电极分别与BL-420N生物信号采集处理系统刺激和信号输入接口相连,以保护电极将桡神经钩好并用液体石蜡棉球保护。无关电极可用一银片夹在头部钻孔边缘,动物接地。

3)观察诱发电位  根据信号窗口中显示的诱发电位波形,再适当调节实验参数,以获得最佳的实验效果。参数设置:量程500uV,时间常数:20mS,低通滤波:1KHz。刺激器参数:细电压;非程控;方式:单刺激;延时:50ms;幅度5V,波宽:1ms单击刺激器启动按钮,逐渐增强刺激桡神经的强度,先可在显示器上观察到刺激伪迹,随着刺激的增强,可在刺激伪迹之后看到诱发电位。仔细调整引导电极在皮层表面的位置,逐点探测,引出较大振幅诱发电位的点即为该诱发电位的中心区,连续刺激50~100次,将诱发电位进行叠加,即可引导出平均诱发电位。注意观察诱发电位的潜伏期,主反应和后发放的过程,相位及振幅的大小

    2.观察项目

 (1)观察诱发电位 在人字缝前,正中线左侧约3cm附近处钻孔(或沿前述开口向后扩展),将引导电极置于皮层视区,无关电极位置不变。先将光源对准动物一侧眼睛(可在兔右眼上睑缝一针固定于眶上皮肤,以充分暴露右眼),刺激器输出与扫描及光源开关同步。按启动记录信号同时并给予光刺激,观察视觉诱发电位,可看到与前述相似的诱发电位的出现。

    2)观察吗啡对皮层诱发电位的影响:按Sawyer图谱要求摆好头骨方位,插入侧脑室套管,以牙脱粉固定于颅骨上,套管内插入内管,下端超出套管0.5mm,另一端与微量注射器相连,侧脑室注射吗啡1mg/20µ l,注射时间不少于2min。观察比较注射吗啡前后,皮层诱发电位的变化。

 【注意事项】

1.开颅时要尽量小心,勿伤及矢状窦,若有损伤即用止血海绵止血。

2.整个实验要在屏蔽室内进行,或把动物用钢丝网屏蔽起来,防止交流电干扰。

3.对神经及皮层注意保温与防止干燥。

4.记录视觉诱发电位时,要求实验环境光线较暗,让动物暗适应半小时再进行记录。